免疫荧光技术是根据抗原抗体反应的原理，先将已知的抗原或抗体标记上荧光素，制成荧光抗体，再用这种荧光抗体（或抗原）作为探针检测组织或细胞内的相应抗原（或抗体）。在组织或细胞内形成的抗原抗体复合物上含有标记的荧光素，利用荧光显微镜观察标本，荧光素受外来激发光的照射而发生明亮的荧光（黄绿色或橘红色），可以看见荧光所在的组织细胞，从而确定抗原或抗体的性质、定位，以及利用定量技术测定含量。
很多新手在着手免疫荧光实验时会遇到各种各样的问题，从而不能得到理想的实验结果。下面小编为大家总计了几点试验需要注意的方面：
1.合适的细胞密度
首先细胞密度是试验成功的前提，细胞密度太大，会造成细胞过于拥挤而边界不清晰，不仅细胞形态不佳且易导致染色背景深。同理细胞过少时不仅容易贴壁不好观察时不好找细胞，而且由于细胞过少可能活性不佳从而易发生非特异性荧光染色。不管是用六孔板还是共聚焦皿细胞密度以达到75%-85%为佳。
2.细胞固定和通透
固定剂的选择依赖于抗原的亚细胞定位（膜蛋白，可溶，细胞骨架相关蛋白等）。3.7%-4%的甲醛或多聚甲醛是常用的固定剂，适用于绝大多数蛋白。如果是研究膜蛋白的话，用3.7%-4%的甲醛。而研究细胞骨架成分可用甲醇固定法。固定后一般需要通透步骤，通透即是在膜上打孔，让抗体更易进入细胞与抗原结合。选择通透剂应充分考虑抗原蛋白的性质。通透一般可以用0.1%-0.2%的Triton-X100，而选择甲醇固定一般无需再通透，甲醇本身就有通透的作用。
3.封闭条件的优化选择
为了防止内源性非特异性蛋白抗原的结合，需要在一抗孵育前用封闭液封闭，这样可以减少非特异性的背景着色。封闭液可以选择二抗来源一致的血清，一般来说，血清价格比较昂贵，可以用1%-5%BSA替代，BSA可以说是万能的封闭血清。另外封闭时间不易过长，30-60min即可，且封闭后不用洗涤，直接加一抗孵育即可。
4.一抗二抗的选择
封闭过后需要一抗孵育，可以选择4度过夜孵育或者室温3h，以笔者的经验是一抗孵育4度过夜比较好，抗原抗体结合会比较充分。一抗二抗的稀释比例可以根据抗体说明书来，再根据自己具体的实验要求进行优化。如果抗体浓度过低，会造成信号太弱，如果抗体浓度过高可能会造成背景染色太强。荧光二抗个人感觉Alexflour荧光基团信号强于Dylight强于FITC。如果做免疫双标，一抗要来自不同种属，荧光二抗的光谱也要分开。
5.洗涤步骤
免疫荧光过程中，有很多洗涤步骤，用PBS即可。在洗涤过程中，一要注意动作轻柔，固定后的细胞比较脆弱，如果太过大力，很容易把细胞吹洗掉，二是洗涤时间要把握好，每次洗涤5min左右，三是切忌不要干片，即吸掉溶液后不要把细胞干着，不然容易造成背景着色。
